在许多领域中，要研究清楚细胞的异质性还依然是一个大问题，尤其是在 干细胞和 癌症生物学领域。对于负责补充多种有功能活性的血细胞和免疫系统细胞的 造血干细胞（HSCs)而言，用于解决这一问题的传统方法依赖于单细胞移植。然而，该方法费用极高且费时。而且要收集到足够多的细胞来代表整个细胞群在技术上也是很具有挑战性的。最近，Rong Lu等人报道了一种用于在异质细胞群中跟踪单个细胞的新方法。该方法将病毒遗传密码分析和高通量测序组合在了一起 [1] 。

哺乳动物的许多组织是由多能干细胞维持的。因此，将这样的干细胞分离出来用于研究它们的功能对于再生医学是十分重要的。此外，在多种癌症中也观察到了细胞的异质性。目前在癌症治疗方面的失败被认为是由于无法靶向癌组织中每种细胞所导致的。

像HSCs之类的异质细胞群是利用结合有荧光染料的单克隆抗体分离得到的。然后，基于它们的荧光颜色，想要的细胞就可以被分选出来用于进一步分析。然而，能特异性靶向所要的细胞群的抗体可能并不存在。另外也很难确定分离出来的细胞群是否依然是异质的。最终，这一问题只能通过以单细胞的精度来分析细胞群的方法得以解决。

为了克服单细胞移植的低效性，不同的病毒插入位点被用来跟踪单个细胞。而这些位点则通过 Southern印记杂交来检验。Southern印记杂交依赖于限制性酶将基因组DNA切成不同的长度。低分辨率、定量结果差以及灵敏度低仍然是主要的缺陷。此外，Southern印记杂交需要几百万个细胞，而要获得足够的像HSCs之类的稀有细胞群的样品是很难的或者说是不可能的。基于PCR的策略、Sanger测序和微阵列检测也都被用来增加灵敏度和分辨率，然而这些方法并没有产生明显的改善效果，也不能直接确定纯干细胞的克隆性。

为了克服上述缺陷，Lu等人将高通量测序和病毒遗传密码分析组合在了一起。每个条形码序列由一个用于确定条形码库来源的6bp标签序列和一个能唯一性标记单个细胞的随机27bp细胞条形码组成。条形码库被克隆到一个慢病毒载体中并以低滴度输送到细胞中，以确保大多数细胞只接收到一个条形码。然后，DNA条形码被慢病毒整合到细胞的基因组中。这样的话，来源于同一个标记过的细胞的后代可以通过同样的DNA条形码确定。为了检验这一方法，条形码编码的HSCs被移植到小鼠中。移植22周后，受体小鼠被处死。利用细胞表面标记分子，将包括HSCs在内的一些造血细胞群从血液和骨髓中分离出来。将每个细胞群的基因组DNA提取出来，利用PCR将DNA条形码进行回收，然后用Illumina GA II高通量测序仪进行分析。通常可以从每只小鼠中回收到30-50个条形码。据估计，约有50-80个HSCs被成功移植并能活跃地进行增殖或分化。被移植的细胞数被认为可以保证每个条形码都能代表单个细胞。与使用了352只小鼠进行单细胞移植的研究结果相比，在Lu等人的实验中只使用了7只小鼠却成功地跟踪了多得多的HSCs。此外，移植后在同一只小鼠中发现了两种不同的HSC群落。这意味着有两种HSC分化调节机制。有一些HSCs倾向于分化成B细胞和T细胞，而有一些则倾向于分化成B细胞和粒细胞。这一关键特征之前被忽略了是由于在单只小鼠中能跟踪到的细胞数有限。

事实上这一方法可用于跟踪任何一种能被慢病毒感染的细胞类型。通过比较条形码在处于不同造血阶段的细胞群中的分布可以研究HSC的分化过程。类似的，这一方法也有希望被用于研究癌症转移，从而确定原发性位点和转移位点。

慢病毒载体是在基因组中各个分散的位点插入DNA条形码的。因此，细胞培养和慢病毒感染可能会以一些以目前工具检测不到的方式来改变被感染的HSCs。该体系的改进将包括使跟踪用的条形码整合到基因组上单个的特定位点。